Фізіологія рослин і генетика 2023, том 55, № 5, 450-460, doi: https://doi.org/10.15407/frg2023.05.450

Прискорення фітотоксичної дії гербіциду аклоніфену за сумісного застосування з донором no нітропрусидом натрію

Пономарьова І.Г., Юхимук В.В.

  • Інститут фізіології рослин і генетики Національної академії наук України 03022 Київ, вул. Васильківська, 31/17

Досліджували вплив донора NO нітропрусиду натрію (НПН) на фітотоксичну дію гербіциду інгібітора синтезу каротиноїдів аклоніфену. Спостереження проводили в умовах вегетаційного досліду на рослинах редьки олійної як моделі однорічних дводольних бур’янів, а також у польових дослідах у посівах соняшника. Під час вегетаційного досліду рослини обробляли у фазу двох справжніх листків обприскуванням розчином гербіциду окремо та з додаванням НПН. Ди­наміку розвитку фітотоксичної дії оцінювали за інгібуванням наростання маси сирої та сухої речовини надземної частини рослин, а також за інгібуванням накопичення фотосинтетичних пігментів у листках. У польових дослідах визначали вплив НПН на фітотоксичну дію аклоніфену на культурні рослини та ефективність контролювання бур’янів. Встановлено, що на ранніх етапах розвитку фітотоксичної дії аклоніфену за додавання НПН посилюється інгібувальний вплив на чутливі до аклоніфену види рослин. Разом з тим остаточна дія аклоніфену в межах рекомендованих норм внесення 0,6—1,2 кг/га як на чутливі, так і на стійкі види рослин не змінюється під час додавання НПН у концент­раціях 1, 3 та 5 мM. Отже, за сумісного застосування з донором NO відбувається лише прискорення розвитку фітотоксичної дії аклоніфену, а не її підсилення. Порівняння впливу донора NO на фітотоксичну дію аклоніфену та гербіцидів з класів інгібіторів ПРОТО, АЛС і синтетичних ауксинів дало можливість зробити висновок, що опосередкованість фітотоксичної дії гербіциду утворенням АФК є необхідною, але недостатньою умовою чутливості рослин до дії гербіци­ду за впливу NO.

Ключові слова: NO, нітропрусид натрію, гербіциди, аклоніфен

Фізіологія рослин і генетика
2023, том 55, № 5, 450-460

Повний текст та додаткові матеріали

У вільному доступі: PDF  

Цитована література

1. Hancock, J.T. (2020). Nitric oxide signaling in plants. Plants, 9, No. 11, 1550. https://doi.org/10.3390/plants9111550

2. Verma, N., Tiwari, S., Singh, V.P. & Prasad, S.M. (2020). Nitric oxide in plants: an ancient molecule with new tasks. Plant Growth Reg., 90, pp. 1-13. https://doi.org/10.1007/s10725-019-00543-w

3. Parankusam, S., Adimulam, S.S., Bhatnagar-Mathur, P. & Sharma, K.K. (2017). Nitric oxide (NO) in plant heat stress tolerance: current knowledge and perspectives. Front. Plant Sci., e1582. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.01582

4. Sami, F., Faizan, M., Faraz, A., Siddiqui, H., Yusuf, M. & Hayat, S. (2018). Nitric oxide-mediated integrative alterations in plant metabolism to confer abiotic stress tolerance, NO crosstalk with phytohormones and NO-mediated post translational modifications in modulating diverse plant stress. Nitric Oxide., 28 (73), pp. 22-38. https://doi.org/10.1016/j.niox.2017.12.005

5. Karpetz, Yu.V. (2019). Donors of nitric oxide and their application for increase in plant resistance to action of abiotic stressors. Visn. Hark. nac. agrar. univ., Ser. Biol., 48, No. 3, pp. 28-51. [In Ukrainian] https://doi.org/10.35550/vbio2019.03.028

6. Wang, Y., Loake, J.G. & Chu, C. (2013) Cross-talk of nitric oxide and reactive oxygen species in plant programed cell death. Front. Plant Sci. Sec. Plant Physiol., e314. https://doi.org/10.3389/fpls.2013.00314

7. Li, Z.-C., Ren, Q.-W., Guo, Y., Ran, J., Ren, X.-T., Wu, N.-N., Xu, H.-Y., Liu, X. & Liu, J.-Z. (2021). Dual roles of GSNOR1 in cell death and iмmunity in tetraploid Nicotiana tabacum. Front. Plant Sci., e596234. https://doi.org/10.3389/fpls.2021.596234

8. Hung, K.T., Chang, C.J. & Kao, C.H. (2002). Paraquat toxicity is reduced by nitric oxide in rice leaves. J. Plant Physiol., 159, No. 2, pp. 159-166. https://doi.org/10.1078/0176-1617-00692

9. Singh, H., Singh, N.B., Singh, A., Hussain, I. & Yadav, V. (2017). Physiological and biochemical roles of nitric oxide against toxicity produced by glyphosate herbicide in Pisum sativum. Rus. J. Plant Physiol., 64, No. 4, pp. 518-524. https://doi.org/10.1134/S1021443717040136

10. Ferreira, L.C., Cataneo, A.C., Remaeh, L.M., Coriani, N., Fumis, T., Soyza, Y.A., Scavroni, J. & Soares, B.J. (2010). Nitric oxide reduces oxidative stress generated by lactofen in soybean plants. Pesticide Biochem. Physiol., 97, No. 1, pp. 47-54. https://doi.org/10.1016/j.pestbp.2009.12.003

11. Sychuk, A.M. (2015). The participation of programmed cell death in the herbicides induced pathogenesis. (Extended abstract of candidate thesis). Institute of Plant Physiology and Genetics, Kyiv, Ukraine [in Ukrainian].

12. Sychuk, A.M., Radchenko, M.P. & Morderer, Y. (2013). The increase of phytotoxic action of graminicide fenoxaprop-p-ethyl by NO donor sodium nitroprusside. Sci. Educat. New Dimension: Nat. Tech. Sci., 1-2, No. 15, pp. 21-22.

13. Dan Hess, F. (2000). Light-dependent herbicides: an overview. Weed Sci., 48, No. 2, pp. 160-170. [0160:LDHAO]2.0.CO;2 [0160:LDHAO]2.0.CO;2

14. Morderer, Ye.Yu., Palanytsya, M.P. & Rodzevich, O.P. (2008). Study of participation of free radical oxidation reactions in the development of phytotoxic effect of graminicides. Fiziol. biochim. kult. rast., 40, No. 1, pp. 56-61 [in Ukrainian].

15. Palanytsya, M.P., Trach, V.V. & Morderer, Ye.Yu. (2009). The generation of reactive oxygen species under the action of graminicides and modificators of their phytotoxicity. Fiziol. biochim. kult. rast., 41, No. 4, pp. 328-334 [in Ukrainian].

16. Ponomareva, I.G., Khandezhyna, M.V. & Radchenko, M.P. (2022). Increase in the phytotoxic effect of protoporphyrinogen oxidase inhibiting herbicide carfentrazone and herbicide synthetic auxin 2,4-D by join use with the NO donor sodium nitroprusside. Fiziol. rast. genet., 54, No. 5, pp. 419-428. [in Ukrainian]. https://doi.org/10.15407/frg2022.05.419

17. Kilinc, љ., Grasset, R. & Reynaud, S. (2011). The herbicide aclonifen: the complex theoretical bases of sunflower tolerance. Pesticide Biochem. Physiology, 100, Iss. 2, pp. 193-198. https://doi.org/10.1016/j.pestbp.2011.04.001

18. Kahlau, S., SchrШder, F., Freigang, J., Laber, B., Lange, G., Passon, D., Kleeўen, S., Lohse, M., Schulz, A., Von Koskull-DШring, P., Klie, S. & Gille, S. (2020). Aclonifen targets solanesyl diphosphate synthase, representing a novel mode of action for herbicides. Pest Manag. Sci., 76, No. 10, pp. 3377-3388. https://doi.org/10.1002/ps.5781

19. Heap, I. (2023). The international herbicide-resistant weed database. Online. Tuesday, October 31, 2023. Retrieved from www.weedscience.org

20. Welburn, A.R. (1994). The spectral determination of chlorophylls a and b as well as total carotenoids using various solvents with spectrophotometry of different resolution. J. Plant Physiol., 144, No. 3, pp. 307-313. https://doi.org/10.1016/S0176-1617(11)81192-2

21. Ivashchenko, O.O. & Merezhinsky, Yu.G. (2001). The effectiveness of herbicides. In Methods of testing and application of pesticides. Tribel, S.O. (Ed.). (pp. 381-383) Kyiv: Svit [in Ukrainian].