Для пошуку шляхів подальшого поліпшення функціонування фотосинтетичного і продихового апаратів за змінних умов довкілля досліджували особливості динаміки параметрів індукції процесів CO2- і Н2О-газообміну прапорцевих листків рослин пшениці двох контрастних за посухостійкістю генотипів за зміни освітлення як за умов посухи, так і у відновний період. Рослини озимої м’якої пшениці сортів Чигиринка і Софія Київська вирощували в умовах вегетаційного досліду під поліетиленовим накриттям. Температура і освітленість — природні. Рослини піддавали 7-добовій посусі (30 % ПВ) в період цвітіння. Після цього вологість ґрунту в посудинах з дослідними рослинами відновлювали до рівня контролю (70 % ПВ), який підтримували до кінця вегетації. Індукційні криві фотосинтезу і транспірації прапорцевих листків реєстрували після їх витримування у темряві упродовж 30 хв. Виявлено генотипні відмінності за динамікою індукції інтенсивності асиміляції CO2 і транспірації листків озимої пшениці при переході від темряви до світла. Посуха істотно впливала на динаміку індукції, зокрема знижувала швидкість зростання інтенсивності газообміну та її кінцеве значення за світлового насичення, при цьому генотипні відмінності виявлялися контрастніше. Встановлено, що фотосинтетичний апарат листків пшениці пластичного сорту (Софія Київська) здатен адаптуватися до нетривалої помірної посухи та практично повністю відновлюватися після її припинення. У менш стійкого сорту (Чигиринка) ця здатність була виражена слабше, що призвело до істотного зниження зернової продуктивності рослин. Виявлено, що пригнічення інтенсивності асиміляції CO2 в листках пшениці за умов посухи більшою мірою зумовлене її негативним впливом власне на фотосинтетичний апарат клітин мезофілу, ніж на функціонування продихів. У підданих дії стресора рослин знижується ефективність використання води при фотосинтезі. У пластичнішого сорту цей показник швидко відновлювався до контрольного рівня, а у менш стійкого — залишався істотно меншим навіть через тиждень після припинення посухи.
Ключові слова: Triticum aestivum L., озима м’яка пшениця, посуха, фотосинтез, транспірація, світлова індукція, продуктивність
Повний текст та додаткові матеріали
У вільному доступі: PDFЦитована література
1. Ray, D.K., Ramankutty, N., Mueller, N.D., West, P.C. & Foley, J.A. (2012). Recent patterns of crop yield growth and stagnation. Nature Comm., 3, 1293. https://doi.org/10.1038/ncomms2296
2. Ray, D.K., Mueller, N.D., West, P.C. & Foley, J.A. (2013). Yield trends are insufficient to double global crop production by 2050. PLoS One, 8, e66428. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0066428
3. Long, S.P., Marshall-Colon, A. & Zhu, X.G. (2015). Meeting the global food demand of the future by engineering crop photosynthesis and yield potential. Cell, 161, pp. 56-66. https://doi.org/10.1016/j.cell.2015.03.019
4. Carmo-Silva, E., Andralojc, P.J., Scales, J.C., Driever, S.M., Mead, A., Lawson, T., Raines, C.A. & Parry, M.A.J. (2017). Phenotyping of field-grown wheat in the UK highlights contribution of light response of photosynthesis and flag leaf longevity to grain yield. J. Exp. Bot., 68, pp. 3473-3486. https://doi.org/10.1093/jxb/erx169
5. Sanchez-Bragado, R., Elazab, A., Zhou, B.W., Serret, M.D., Bort, J., Nieto-Taladriz, M.T. & Araus, J.L. (2014). Contribution of the ear and the flag leaf to grain filling in durum wheat inferred from the carbon isotope signature: genotypic and growing conditions effects. J. Int. Plant Biol., 56, pp. 444-454. https://doi.org/10.1111/jipb.12106
6. Murchie, E.H., Reynolds, M., Slafer, G.A., Foulkes, M.J., Acevedo-Siaca, L., McAusland, L., Sharwood, R., Griffiths, S., Flavell, R.B., Gwyn, J., Sawkins, M. & Carmo-Silva, E.A. (2023). Wiring diagram for source strength traits impacting wheat yield potential. J. Exp. Bot., 74 (1), pp. 72-90. https://doi.org/10.1093/jxb/erac415
7. Slattery, R.A., Walker, B.J., Weber, A.P. & Ort, D.R. (2018). The impacts of fluctuating light on crop performance. Plant Physiol., 176, pp. 990-1003. https://doi.org/10.1104/pp.17.01234
8. Tanaka, Y., Adachi, S. & Yamori, W. (2019). Natural genetic variation of the photosynthetic induction response to fluctuating light environment. Curr. Opinion Plant Biol., 49, pp. 52-59. https://doi.org/10.1016/j.pbi.2019.04.010
9. Taylor, S.H. & Long, S.P. (2017). Slow induction of photosynthesis on shade to sun transitions in wheat may cost at least 21 % of productivity. Philosoph. Transact. Royal Society B, Biol. Sci., 372 (1730), 20160543. https://doi.org/10.1098/rstb.2016.0543
10. Wang, Y., Burgess, S.J., de Becker, E.M. & Long, S.P. (2020). Photosynthesis in the fleeting shadows: an overlooked opportunity for increasing crop productivity? Plant J., 101 (4), pp. 874-884. https://doi.org/10.1111/tpj.14663
11. Deans, R.M., Farquhar, G.D. & Busch, F.A. (2019). Estimating stomatal and biochemical limitations during photosynthetic induction. Plant, Cell Env., 42, pp. 3227-3240. https://doi.org/10.1111/pce.13622
12. Acevedo-Siaca, L., Coe, R., Quick, W.P. & Long, S.P. (2021). Variation between rice accessions in photosynthetic induction in flag leaves and underlying mechanisms. J. Exp. Bot., 72 (4), pp. 1282-1294. https://doi.org/10.1093/jxb/eraa520
13. Taylor, S.H., Gonzalez-Escobar, E., Page, R., Parry, M.A.J., Long, S.P. & Carmo-Silva, E. (2022). Faster than expected Rubisco deactivation in shade reduces cowpea photosynthetic potential in variable light conditions. Nature Plants, 8, pp. 118-124. https://doi.org/10.1038/s41477-021-01068-9
14. Salter, W.T., Merchant, A.M., Richards, R.A., Trethowan, R. & Buckley, T.N. (2019). Rate of photosynthetic induction in fluctuating light varies widely among genotypes of wheat. J. Exp. Bot., 70(10), pp. 2787-2796. https://doi.org/10.1093/jxb/erz100
15. Soleh, M.A., Tanaka, Y., Nomoto, Y., Iwahashi, Y., Nakashima, K., Fukuda, Y., Long, S.P. & Shiraiwa, T. (2016). Factors underlying genotypic differences in the induction of photosynthesis in soybean Glycine max (L.) Merr. Plant, Cell and Env., 39, pp. 685-693. https://doi.org/10.1111/pce.12674
16. Deans, R.M., Brodribb, T.J., Busch, F.A. & Farquhar, G.D. (2019). Plant water use strategy mediates stomatal effects on the light induction of photosynthesis. New Phytol., 222, pp. 382-395. https://doi.org/10.1111/nph.15572
17. McAusland, L., Vialet-Chabrand, S., Davey, P., Baker, N.R., Brendel, O. & Lawson, T. (2016). Effects of kinetics of light-induced stomatal responses on photosynthesis and water use efficiency. New Phytol., 211, pp. 1209-1220. https://doi.org/10.1111/nph.14000
18. Zhang, Q., Peng, S. & Li, Y. (2019). Increase rate of light-induced stomatal conductance is related to stomatal size in the genus Oryza. J. Exp. Bot., 70 (19), pp. 5259-5269. https://doi.org/10.1093/jxb/erz267
19. Sakoda, K., Yamori, W., Groszmann, M. & Evans, J.R. (2021). Stomatal, mesophyll conductance, and biochemical limitations to photosynthesis during induction. Plant Physiol., 185 (1), pp. 146-160. https://doi.org/10.1093/plphys/kiaa011
20. Kaiser, E., Morales, A., Harbinson, J., Heuvelink, E., Prinzenberg, A.E. & Marcelis, L.F.M. (2016). Metabolic and diffusional limitations of photosynthesis in fluctuating irradiance in Arabidopsis thaliana. Sci. Rep., 6, 31252. https://doi.org/10.1038/srep31252
21. Faralli, M., Cockram, J., Ober, E., Wall, S., Galle, A., Van Rie, J., Raines, C. & Lawson, T. (2019). Genotypic, developmental and environmental effects on the rapidity of gs in wheat: Impacts on carbon gain and water-use efficiency. Front. Plant Sci., 10, 492. https://doi.org/10.3389/fpls.2019.00492
22. Taylor, S.H., Orr, D.J., Carmo-Silva, E. & Long, S.P. (2020). During photosynthetic induction, biochemical and stomatal limitations differ between Brassica crops. Plant, Cell Env., 43, pp. 2623-2636. https://doi.org/10.1111/pce.13862
23. Murchie, E.H., Kefauver, S., Araus, J.L., Muller, O., Rascher, U., Flood, P.J. & Lawson, T. (2018). Measuring the dynamic photosynthome. Ann. Bot., 122 (2), pp. 207-220. https://doi.org/10.1093/aob/mcy087
24. Kaiser, E., Morales, A. & Harbinson, J. (2018). Fluctuating light takes crop photosynthesis on a rollercoaster ride. Plant Physiol., 176, pp. 977-989. https://doi.org/10.1104/pp.17.01250
25. Lawson, T. & Vialet-Chabrand, S. (2019). Speedy stomata, photosynthesis and plant water use efficiency. New Phytol., 221 (1), pp. 93-98. https://doi.org/10.1111/nph.15330
26. Kromdijk, J., GYowacka, K., Leonelli, L., Gabilly, S.T., Iwai, M., Niyogi, K.K. & Long, S.P. (2016). Improving photosynthesis and crop productivity by accelerating recovery from photoprotection. Sci., 354, pp. 857-861. https://doi.org/10.1126/science.aai8878
27. Faralli, M., Matthews, J. & Lawson, T. (2019). Exploiting natural variation and genetic manipulation of stomatal conductance for crop improvement. Curr. Opinion Plant Biol., 49, pp. 1-7. https://doi.org/10.1016/j.pbi.2019.01.003
28. Long, S.P., Taylor, S.H., Burgess, S.J., Carmo-Silva, E., Lawson, T., De Souza, A.P., Leonelli, L. & Wang, Y. (2022). Into the shadows and back into sunlight: Photosynthesis in fluctuating light. Ann. Rev. Plant Biol., 73, pp. 617-648. https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-070221-024745
29. Eyland, D., van Wesemael, J., Lawson, T. & Carpentier, S. (2021). The impact of slow stomatal kinetics on photosynthesis and water use efficiency under fluctuating light. Plant Physiol., 186 (2), pp. 998-1012. https://doi.org/10.1093/plphys/kiab114
30. Vialet-Chabrand, S., Matthews, J.S.A., Simkin, A.J., Raines, C.A. & Lawson, T. (2017). Importance of fluctuations in light on plant photosynthetic acclimation. Plant Physiol., 173 (4), pp. 2163-2179. https://doi.org/10.1104/pp.16.01767
31. Yamori, W., Kusumi, K., Iba, K. & Terashima, I. (2020). Increased stomatal conductance induces rapid changes to photosynthetic rate in response to naturally fluctuating light conditions in rice. Plant Cell Env., 43, pp. 1230-1240. https://doi.org/10.1111/pce.13725
32. Morgun, V.V., Stasik, O.O., Kiriziy, D.A. & Sokolovska-Sergiienko, O.G. (2019). Effect of drought on photosynthetic apparatus, activity of antioxidant enzymes, and productivity of modern winter wheat varieties. Regul. Mechan. Bio., 10 (1), pp. 12-21. https://doi.org/10.15421/021903
33. Shmatko, I.G., Grigoryuk, I.A., Shvedova, O.E. & Petrenko, N.I. (1985). Determination of the physiological reaction of cereals to deterioration of water availability and temperature increase. IPPG, Kiev [in Russian].
34. Wellburn, A.R. (1994). The spectral determination of chlorophylls a and b, as well as total carotenoids, using various solvents with spectrophotometers of different resolution. Plant Physiol., 144, pp. 307-313. https://doi.org/10.1016/S0176-1617(11)81192-2
35. Laisk, A. & Oja, V. (1998). Dynamics of leaf photosynthesis: rapid response measurements and their interpretations. Collingwood, CSIRO Publishing. https://doi.org/10.1071/9780643105294
36. Giannopolitis, C.N. & Ries, S.K. (1977). Superoxide dismutase. Occurrence in higher plants. Plant Physiol., 59 (2), pp. 309-314. https://doi.org/10.1104/pp.59.2.309
37. Chen, G.-X. & Asada, K. (1989). Ascorbate peroxidase in tea leaves: occurrence of two isozymes and the differences in their enzymatic and molecular properties. Plant and Cell Physiol., 30, pp. 987-998. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.pcp.a077844
38. Yan, Y., Ryu, Y., Dechant, B., Li, B. & Kim, J. (2023) Dark respiration explains nocturnal stomatal conductance in rice regardless of drought and nutrient stress. Plant, Cell & Env., 46, pp. 3748-3759. https://doi.org/10.1111/pce.14710
39. Zhang, J., Chen, X., Song, Y. & Gong, Z. (2024). Integrative regulatory mechanisms of stomatal movements under changing climate. J. Integr. Plant Biol., 66, No. 3, pp. 368-393. https://doi.org/10.1111/jipb.13611
40. Amaral, J., Lobo, A.K.M. & Carmo-Silva, E. (2024). Regulation of Rubisco activity in crops. New Phytol., 241, pp. 35-51. https://doi.org/10.1111/nph.19369
41. Zahra, N., Hafeez, M.B., Kausar, A., Al Zeidi, M., Asekova, S., Siddique, K. H. & Farooq, M. (2023). Plant photosynthetic responses under drought stress: Effects and management. J. Agr. Crop Sci., 209 (5), pp. 651-672. https://doi.org/10.1111/jac.12652
42. Krieger-Liszkay, A., Krupinska, K. & Shimakawa, G. (2019). The impact of photosynthesis on initiation of leaf senescence. Physiol. Plant., 166, pp. 148-164. https://doi.org/10.1111/ppl.12921
43. Sade, N., del Mar Rubio-Wilhelmi, M., Umnajkitikorn, K. & Blumwald, E. (2018). Stress-induced senescence and plant tolerance to abiotic stress. J. Exp. Bot., 69, No. 4, pp. 845-853. https://doi.org/10.1093/jxb/erx235
44. Stasik, O.O., Kiriziy, D.A., Sokolovska-Sergiienko, O.G. & Bondarenko, O.Yu. (2020). Influence of drought on the photosynthetic apparatus activity, senescence rate, and productivity in wheat plants. Fiziol. rast. genet., 52, No. 5, pp. 371-387. https://doi.org/10.15407/frg2020.05.371
45. Have, M., Marmagne, A., Chardon, F. & Masclaux-Daubresse, C. (2017). Nitrogen remobilization during leaf senescence: lessons from Arabidopsis to crops. J. Exp. Bot., 68, No. 10, pp. 2513-2529. https://doi.org/10.1093/jxb/erw365
46. Nunes, T.D.G., Zhang, D. & Raissig, M.T. (2020). Form, development and function of grass stomata. Plant J., 101, pp. 780-799. https://doi.org/10.1111/tpj.14552
47. Ehonen, S., Yarmolinsky, D., Kollist, H. & Kangasj¬rvi, J. (2019). Reactive oxygen species, photosynthesis, and environment in the regulation of stomata. Antioxidants & Redox Sign., 30, No. 9, pp. 1220-1237. https://doi.org/10.1089/ars.2017.7455
48. Henry, C., John, G.P., Pan, R., Bartlett, M.K., Fletcher, L.R., Scoffoni, C. & Sack, L. (2019). A stomatal safety-efficiency trade-off constrains responses to leaf dehydration. Nature Comm., 10, 3398. https://doi.org/10.1038/s41467-019-11006-1
49. Walker, B.J., Kramer, D.M., Fisher, N. & Fu, X. (2020). Flexibility in the energy balancing network of photosynthesis enables safe operation under changing environmental conditions. Plants, 9, 301. https://doi.org/10.3390/plants9030301
50. Foyer, C. H. & Shigeoka, S. (2011). Understanding oxidative stress and antioxidant functions to enhance photosynthesis. Plant Physiol., 155 (1), pp. 93-100. https://doi.org/10.1104/pp.110.166181
51. Endo, T. & Asada, K. (2008). Photosystem I and photoprotection: cyclic electron flow and water-water cycle. In: Demmig-Adams, B., Adams, W.W. & Mattoo, A.K. (Eds.). Photoprotection, Photoinhibition, Gene Reg. Env. (pp. 205-221), Dordrecht: Springer Sci., Business Media B.V. https://doi.org/10.1007/1-4020-3579-9_14
52. Sun, H., Yang, Y.-J. & Huang, W. (2020). The water-water cycle is more effective in regulating redox state of photosystem I under fluctuating light than cyclic electron transport. Biochim. Biophys. Acta. Bio., 1861, 148235. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2020.148235
53. Endres, L., Silva, J.V., Ferreira, V.M. & de Souza Barbosa, G. (2010). Photosynthesis and water relations in brazilian sugarcane. Open Agricult. J., 4 (1), pp. 31-37. https://doi.org/10.2174/1874331501004010031
54. Morgun, V.V., Stasik, O.O., Kiriziy, D.A., Sokolovska-Sergiienko, O.G. & Makharynska, N.M. (2019). Effects of drought at different periods of wheat development on the leaf photosynthetic apparatus and productivity. Reg. Mech. Biosyst., 10 (4), pp. 406-414. https://doi.org/10.15421/021961
55. Wu, H. & Yang, Z. (2024). Effects of drought stress and postdrought rewatering on winter wheat: A meta-analysis. Agronom., 14, 298. https://doi.org/10.3390/agronomy14020298