Фізіологія рослин і генетика 2016, том 48, № 2, 130-139, doi: https://doi.org/10.15407/frg2016.02.130

Особливості мейозу в трансгенних рослин пшениці, отриманих методом Agrobacterium-опосередкованої трансформації in planta

Гончарук О.М., Дубровна О.В., Бавол А.В., Воронова С.С., Лялько І.І.

  • Інститут фізіології рослин і генетики Національної академії наук України 03022 Київ, вул. Васильківська, 31/17

Досліджено перебіг мейозу в генетично модифікованих рослин пшениці, отриманих за Agrobacterium-опосередкованої трансформації сорту Зимоярка методом in planta. Виявлено, що трансгенні форми характеризуються більшою частотою порушень мейозу порівняно з нетрансгенними рослинами. У результаті порівняльного аналізу перебігу мейозу встановлено, що у трансгенних ліній, отриманих за використання штаму AGLO і векторної конструкції рВі2Е, відсоток клітин із порушеннями на стадії метафази 1 був значно нижчим, а мейотичний індекс відповідно вищим, ніж у ліній, отриманих за використання штаму AGLO і векторної конструкції рВі-ОАТ. Визначено, що кількість клітин із порушеннями мейозу найбільша у трансгенних рослин ліній зі зниженою фертильністю пилку і низькою насіннєвою продуктивністю.

Ключові слова: Triticum aestivum L., Agrobacterium-опосередкована трансформація in planta, мейоз

Фізіологія рослин і генетика
2016, том 48, № 2, 130-139

Повний текст та додаткові матеріали

У вільному доступі: PDF  

Цитована література

1. Belko, N,B., Gordey, I.A., Shchetko, I.S. & Gordey, I.M. (2011). Creating tetraploid forms of winter rye (Secale cereale L.) using nitrous oxide and the genetic effects of genome duplication. Faktori eksperimentalnoy evolyutsii organizmiv. 10, pp. 15-20 [in Russian].

2. Voronova, S.S., Bavol, A.V. & Dubrovna, O.V. (2015). Genetic transformation in planta of bread wheat using the AGLO strain containing pBi2E with a double-stranded RNA suppressor of the proline dehydrogenase gene. Faktori eksperimentalnoy evolyutsii organizmiv, 17, pp. 126-130 [in Ukrainian].

3. Goncharuk, O.M., Bavol, A.V. & Dubrovna, O.V. (2015). Agrobacterium-mediated transformation in planta of bread wheat using ornithine aminotransferase gene. Faktori eksperimentalnoy evolyutsii organizmiv, 17, pp. 131-135 [in Ukrainian].

4. Deineko, E.V., Zagorskaya, A.A. & Shumny, V.K. (2007). T-DNA-induced mutations in transgenic plants. Genetics, 43, No. 1, pp. 5-17 [in Russian]. https://doi.org/10.1134/S1022795407010012

5. Lapochkina, I.F, Iordanskaya, I.V. & Yachevskaya, G.L. (2014). Cytologic study of the collection of synthetic wheat from the national collection of US cereals (National Small Grain Collection of USDA-AKS) in the conditions of the non-black-earth zone of Russia. Selskokhozyaystvennaya biologiya, No. 3, pp. 77-82 [in Russian]. https://doi.org/10.15389/agrobiology.2014.3.77eng

6. Lemesh, V.A., Samadadze, T.E., Guzenko, E.V. Zheleznyakova, E.V., Amosova, A.V., Zelenin, A.V. & Muravenko, O.V. (2014). Peculiarities of the development and reproduction of transgenic plants of long-flax. Ontogenesis, 45, No. 6, pp. 406-411 [in Russian]. https://doi.org/10.1134/S1062360414060083

7. Lisovska, T.P., Kuzmyshina. I., Kotsun, L.O., Voytyuk, V.P. & Andreeva, V.V. (2014). Meiotic mutation of tomato, which violates the condensation of chromatin. Faktori eksperimentalnoy evolyutsii organizmiv, 14, pp. 125-129 [in Ukrainian].

8. Orlovskaya, O.A., Leonova, I.N., Salina, E.A. & Khotyleva L.V. (2015). Peculiarities of chromosome behavior in meiosis in common wheat lines with introgression of the genetic material of tetraploid species of the genus Triticum. Ekologicheskaya genetika, 13, No. 1, pp. 16-22 [in Russian]. https://doi.org/10.17816/ecogen13116-25

9. Pausheva, Z.P. (1988). Workshop on plant cytology. Moscow: Kolos [in Russian].

10. Sechnyak, A.L. & Golub, Yu.V. (2007). Regularity of meiosis in hybrids of alloplasmic wheats with wheat-alien amphiploid. Dosyahnennya i problemy henetyky, selektsiyi ta biotekhnolohiyi, 2, pp. 157-161 [in Russian].

11. Sidorchuk, Yu.V., Dorogova, N.V., Deineko, E.V. & Shumny, V.K. (2008). Premature cytokinesis in maternal cells of pollen of transgenic tobacco plants (Nicotiana tabacum L.). Cytologiya, 50, No. 5, pp. 447-451[in Russian].

12. Sidorchuk, Yu.V., Zagorskaya, A.A., Deineko, E.V. Shamina, N.V. & Shumny V.K. (2000). T-DNA-induced anomalies of flowers and male sterility in transgenic tobacco plants: morphological and cytological analysis. Cytologiya i genetika, 34, No. 6, pp. 3-8 [in Russian].

13. Sosnikhina, S.P., Mikhailova, E.I., Tikholiz, O.A., Tsvetkova, N.V., Lovshits, A.V., Sapronova, O.S., Fedotova, Yu.S., Kolomiets, O.L. & Bogdanov, Yu.F. (2007). Manifestation and inheritance of the desynaptic form of rye with violation of the synapsis homology. Genetika, 43, No. 10, pp. 1424-1433 [in Russian]. https://doi.org/10.1134/S1022795407100146

14. Chumakov, M.I. & Moiseeva, E.M. (2012). Agrobacterial transformation technologies of plants in planta. Biotekhnologiya, No. 1, pp. 8-20 [in Russian].

15. Shamina, N.V., Dorogova, N.V., Zagorskaya, A.A., Deineko, E.V. & Shumny, V.K. (2000). Anomalies of male meiosis in a sterile transgenic tobacco line RES91. Cytologiya, 42, No. 12, pp.1159-1164 [in Russian].

16. Shamina, N.V. (2006). Diagnostic anomaly of plant meiosis by its products. Cytologiya, 48, No. 6, pp. 486-494 [in Russian].

17. Shkutina, F.M. & Kozlovskaya V.F. (1974). Cytomixis in meiosis in some hybrid forms of cereals subtribed Triticinae Genetika, 10, No. 5, pp. 3-12 [in Russian].

18. Bardini, M., Labra, M., Winnfield, M. & Sala, F. (2003). Antibiotic-induced DNA methylation changes in calluses of Arabidopsis thaliana. Plant Cell, Tissue Organ Cult., 72, No. 2, pp. 157-162. https://doi.org/10.1023/A:1022208302819

19. Bhalla, L., Ottenhof, H.H. & Singh, M.B. (2006). Wheat transformation - an update of recent progress. Euphytica, 149, No. 3, pp. 353-366. https://doi.org/10.1007/s10681-006-9087-6

20. Castle, L.A., Errampalli, D., Atherton, T.L. Franzmann, L., Yoon, E. & Meinke, D. (1993). Genetic and molecular characterization of embryonic mutants identified following seed transformation in Arabidopsis. Mol. Gen. Genet., 241, No. 5/6, pp. 504-514. https://doi.org/10.1007/BF00279892

21. Errampalli, D., Patton, D., Castle, L., Mickelson, L., Hansen, K., Schnall, J., Feldmann, K. & Meinke, D. (1991). Embryonic lethals and T-DNA insertional mutagenesis in Arabidopsis. Plant Cell, 3, No. 2, pp. 149-157. https://doi.org/10.1105/tpc.3.2.149

22. Labra, M., Savini, C., Bracale, M., Pelucchi, N., Colombo, L., Bardini, M. & Sala, F. (2001). Genomic changes in transgenic rice (Oryza sativa L.) plants produced by infecting calli with Agrobacterium tumefaciens. Plant Cell Rep., 20, No. 4, pp. 325-330. https://doi.org/10.1007/s002990100329

23. Laufs, P., Autran, D. & Traas, J. (1999). A chromosomal paracentric inversi associated with T-DNA integration in Arabidopsis. Plant J., 18, No. 2, pp. 131-139. https://doi.org/10.1046/j.1365-313X.1999.00436.x

24. Negruk, V., Eisner, G. & Lemieux, B. (1996). Addition-deletion mutations in transgenic Arabidopsis thaliana generated by the seed co-cultivation method. Genome, 39, No. 6, pp. 1117-1122. https://doi.org/10.1139/g96-140

25. Peirson, B.N., Bowling, S.E. & Makaroff, Ch. (1997). A defect in synapsis causes male sterility in a T-DNA-tagged Aradidopsis thaliana mutant. Plant J., 11, No. 4, pp. 659-669. https://doi.org/10.1046/j.1365-313X.1997.11040659.x

26. Sala F., Arencibia, A., Castiglione, S., Yifan, H., Labra, M., Savini, C., Bracale, M. & Pelucchi, N. (2000). Somaclonal variation in transgenic plants. Acta Hort., 530, No. 48, pp. 411-419. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2000.530.48

27. Shamina, N.V., Dorogova, N.V., Sidorchuk, I.V., Zagorskaya, A.A., Deineko, E.V. & Shumny, V.K. (2001). Abnormalities of meiotic division caused by T-DNA-tagged mutation in tobacco (Nicotiana tabacum L.). Cell Biol. Int., 25, No. 4, pp. 367-369. https://doi.org/10.1006/cbir.2000.0641

28. Supartana, P., Shimizu, T., Nogawa, M., Shooiri, H., Nakajima, T., Haramoto, N., Nozue, M. & Kojima, M. (2006). Development of simple and efficient in planta transformation method for wheat (Triticum aestivum L.) using Agrobacterium tumefaciens. J. Biosci. Bioeng., 102, No. 3, pp. 162-170. https://doi.org/10.1263/jbb.102.162

29. Tax, F.E. & Vernon, D.M. (2001). T-DNA-associated duplication/translocations in Arabidopsis. Implications for mutant analysis and functional genomics. Plant Physiol., 126, No. 4, pp. 1527-1538. https://doi.org/10.1104/pp.126.4.1527

30. Xia, G., Li, Z., He, C., Chen, H. & Brettell, R. (1999). Transgenic plant regeneration from wheat (Triticum aestivum L.) mediated by Agrobacterium tumefaciens. Acta Phytophysiol. Sini., 25, No. 1, pp. 22-28.

31. Zhao, T., Zhao, S., Chen, H., Zhao, Q., Hu, Z., Hou, B. & Xia, G. (2006). Transgenic wheat progeny resistant to powdery mildew generated by Agrobacterium inoculum to the basal portion of wheat seedling. Plant Cell Rep., No. 11, pp. 1199-1204. https://doi.org/10.1007/s00299-006-0184-8