Розроблено технологію мікроклонального розмноження Aronia melanocarpa сорту Galicjanka з визначенням оптимальних умов введення в культуру in vitro, проліферації, укорінення, адаптації та дорощування контейнерної продукції. Встановлено, що вихідний матеріал для введення аронії в культуру in vitro рекомендовано відбирати з пророщених у контрольованих умовах рослин у першій—другій декаді березня, використовуючи молоді зелені пагони розміром 1—1,5 см. На етапі введення в культуру in vitro досліджено три режими стерилізації та чотири типи поживних середовищ. Оптимальними для введення в культуру виявилось застосування 0,1 %-го розчину хлориду ртуті з експозицією 2 хв 30 с та середовище Ѕ MS із додаванням 0,2 мг/л 6-бензиламінопурину (БАП), що дало змогу отримати 100 % стерильних регенеруючих експлантатів. Найефективнішими для проліферації виявилися поживні середовища: MS, Quorin&Lepoivre (QL), MS + етилендіаміндигідроксифенілацетат заліза (Fe-EDDHA, 100 мг/л), MS + мікросолі та вітаміни за Lee-Fossard (LF). Найвищий коефіцієнт розмноження 5,72 отримано на середовищі MS, доповненому 0,5 мг/л БАП. Середня висота мікропагонів за цих умов становила 2,3 см. Встановлено, що укорінення мікропагонів на рівні 95 % можливе без додаткової стимуляції ауксинами. Водночас додавання індолілмасляної кислоти у концентрації 0,3 мг/л підвищує ефективність укорінення до 100 % та покращує кількісні показники кореневої системи (в середньому на одну рослину утворюється 5 коренів першого порядку з довжиною 3,4 см, а також формуються розгалужені корені другого порядку — 8 шт/рослину. Адаптацію аронії рекомендовано проводити на кокосовому субстраті — ефективність становить 92 %. Дорощування контейнерної продукції рекомендується проводити з використанням дво- і трикомпонентних сумішей, що містять у своєму складі перліт.
Ключові слова: Aronia melanocarpa (Michx.) Elliot, in vitro, цитокініни, ауксини, ex vitro, мікроклональне розмноження, адаптація
Повний текст та додаткові матеріали
У вільному доступі: PDFЦитована література
1. Park, C-H., Kim, J-H., Lee, E.B., Hur, W., Kwon, O-J., Park, H-J. & Yoon, S.K. (2017). Aronia melanocarpa extract ameliorates hepatic lipid metabolism through PPARg2 down regulation. PLoS ONE, 12(1), e0169685. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0169685
2. Rusea, I., Popescu, A., Isac, V., џuпan, A.N. & Hoza, D. (2018). Adventitious shoot regeneration from petiole explants in black chokeberry (Aronia Melanocarpa). Horticulture, 62, pp. 83-91.
3. Hrebeniuk, V.M. & Balabak A.F. (2023). Prospects for the use of Black Chokeberry (Aronia melanocarpa (Michx.) Elliott) in the landscape design of the Right-Bank Forest-Steppe of Ukraine. Zb. nauk. prats Umanskoho natsional. univ., 103(1). pp. 172-181 [in Ukrainian]. https://doi.org/10.32782/2415-8240-2023-103-1-172-181
4. Aronia, il superfood dei nativi americani che ha conquistato la Polonia. Italian Berry. Retrieved from https://italianberry.it/en/news/aronia-superfood-poland
5. Borowska, S. & BrzЩska, M.M. (2016). Chokeberries (Aronia melanocarpa) and their products as a possible means for the prevention and treatment of noncommunicable diseases and unfavorable health effects due to exposure to xenobiotics. Comprehensive Rev. Food Sci. Food Safety, 15(6), pp. 982-1017. https://doi.org/10.1111/1541-4337.12221
6. џuпan, N.A., Isac, V., DuminicI, C. & Popescu, A. (2017). Studies on the in vitro micropropagation ability of Aronia Melanocarpa (Michx.) Elliot. Curr. Trends Nat. Sci., 6(11), pp. 85-92.
7. Kasiyanchuk, V.D. & Ivashkiv, T.S. (2014). Economic efficiency of cultivation and processing of Aronia. Nauk.-inform. visn. Ivano-Frank. univ. prava imeni Korolia Danyla Halytskoho. Seriia Ekonomika, 9, pp. 312-316 [in Ukrainian].
8. Savenko, H.Ye. (2015). The development of the market of production of berries of Ukraine in conditions of the integration into the European Union. Nauk. visn. Mizhnar. human. univer. Ekonomika i menedzhment, 5, pp. 132-135 [in Ukrainian].
9. Pruski, K., Nowak, J. & Grainger, G. (1990). Micropropagation of four cultivars of saskatoon berry (Amelanchier alnifolia NUTT.). Plant Cell Tiss Org., 21(2), pp. 103-109. https://doi.org/10.1007/BF00033428
10. Kleparski, J. (2000). Aronia "czarny koX" naszego sadownictwa. HasYo Ogrodnicze, 11, 22.
11. Brandov«, P., Sedl«k, J. & Paprлtein, F. (2019). Mikrorozmnoыov«nH jeй«bu a aronie. VЖdeckѕ pr«ce ovocn«йskѕ, 26, 29-36.
12. LitwiXczuk, W. (2013). Micropropagation of chokeberry by in vitro axillary shoot proliferation. Methods Mol. Biol., 11013, pp. 179-186. https://doi.org/10.1007/978-1-62703-074-8_13
13. Kulling, S.E. & Rawel, H.M. (2008). Chokeberry (Aronia melanocarpa) - A review on the characteristic components and potential health. Planta Medica, 74(13), pp. 1625-1634. https://doi.org/10.1055/s-0028-1088306
14. Almokar H. & Pirlak L. (2018). Propagation of Aronia (Aronia melanocarpa) with tissue culture, Selcuk J. Agric. Food Sci., 32(3), pp. 549-558. https://doi.org/10.15316/SJAFS.2018.136
15. Arus, L. & R¬tsep, R. (2022). Sordi moju aroonia (Aronia sp.) viljade kvaliteedile. Agronoomia, 2022, 206-213.
16. Murashige, T. & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bioas says with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant., 15, pp. 473-497. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x
17. Quoirin, M. & Lepoivre, P. (1977). I mproved media for in vitro culture of Prunus sp. Acta Hortic., 78, 437-442. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.1977.78.54
18. Almehdi, A.A. & Parfitt, Dan. (1986). In vitro propagation of peach: I. Propagation of 'Lovell' and 'Nemaguard' peach rootstocks. Fruit Var. J., 40, pp. 12-17.
19. Natalchuk, T.A., Medvedieva, T.V., Zapolskyi, Ya.S., and Barban, O.B. (2020). Features of introduction of sour cherries cultivar 'Kseniia' and cherries cultivar 'Vasylysa prekrasna' into in vitro culture. Sortovyvch. ta okhorona prav na sorty roslyn, 16(1), pp. 97-102 [in Ukrainian]. https://doi.org/10.21498/2518-1017.16.1.2020.201353
20. Lee, E.C.M. & de Fossard, R.A. (1977). Some factors affecting multiple bud formation of strawberry Fragaria x ananassa in vitro. Acta Hortic., 78, pp. 187-195. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.1977.78.24
21. Lloyd, G. & McCown. (1980). Commercially-feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia, by use of shoot-tip culture. B., Int. Plant Prop. Soc. Proc., 30, 421.
22. Jakab-I., Z., Vlasin, L-D. & Chiorean, A. (2022). Behaviour of several chokeberry cultivars (Aronia melanocarpa) at the in vitro micropropagation. Roman. J. Hortic., 3, pp. 31-36. https://doi.org/10.51258/RJH.2022.04
23. Kwak, M.C., Choi, C.H., Choi, Y.E. & Moon, H.K. (2015). Micropropagation of Aronia (Aronia melanocarpa Elliot, black chokeberry) and its 5 varieties. J. Plant Biotechnol., 42(4), pp. 380-387. https://doi.org/10.5010/JPB.2015.42.4.380
24. Demirel, F., Upur, R., Popescu, G.C., Demirel, S. & Popescu, M. (2023). Usage of machine learning algorithms for establishing an effective protocol for the in vitro micropropagation ability of black chokeberry (Aronia melanocarpa (Michx.) Elliott). Horticulturae, 9, 1112. https://doi.org/10.3390/horticulturae9101112
25. Bayhan, N. & Yтcesan, B. (2024). The impact of sucrose and 6-benzylaminopurine on shoot propagation and vitrifcation in Aronia melanocarpa (Black chokeberry). Plant Cell, Tissue and Organ Cult., 156, 55. https://doi.org/10.1007/s11240-023-02652-x
26. Du, B., Yang, T., Wei, A. & Yang, F. (2005). Tissue culture of Amelanchier alnifolia. Acta Bot. Bor. Sin., 25(2), pp. 400-404.
27. Fira, A., Magyar-T«bori, K., Hud«k, I., Clapa, D. & Dobr«nszki, J. (2013). Effect of gelling agents on in vitro development of Amelanchier canadensis 'Rainbow Pillar'. Int. J. Hortic. Sci., 19(3-4), pp. 75-79. https://doi.org/10.31421/IJHS/19/3-4./1108
28. Pinker, I. & Wagner, T. (2004). Stem development of Amelanchier lamarckii (FG Schroeder) in vitro and its importance for in vitro rooting. Prop. Orn. Plants, 4(1), pp. 53-57.
29. Brand, M.H. & Cullina, W.G. (1992). Micropropagation of red and black chokeberry (Aronia spp.). Hort. Sci., 27 (1), pp. 81-81. https://doi.org/10.21273/HORTSCI.27.1.81
30. Polat, M. & Eskimez, I. (2022). The effects of different hormone combinations on in vitro micropropagation of Aronia (Aronia melanocarpa (Michx.) Elliott). Fresen. Environ. Bull., 31, pp. 1219-1227.
31. Nas, Z., Ekitken, A. & Pirlak, L. (2023). Determination of plant regeneration protocol of "Viking" aronia cultivar in the in vitro conditions. Res. Square. https://doi.org/10.21203/rs.3.rs-3004327/v1
32. Kereлa, S., Mihoviloviє Boлnjak, A., Bariє, M., Habuл Jer№iє, I., ћar№eviє, H. & Biлko, A. (2012). Efficient axillary shoot proliferation and in vitro rooting of apple cv. «Topaz». Notulae Bot. Horti Agrobot. Cluj-Napoca, 40(1), pp. 113-118. https://doi.org/10.15835/nbha4017211
33. Nas, Z. (2021). AnaclПk potansiyel gШsteren 42-01 zerdali genotipinin in vПtro mikroзopaltПm Шzelliklerinin araktПrПlmasП. Selcuk University. Konya. 56.
34. Moyo, M., Aremu, A., Pla№kov«, L., PlHhalov«, L., PencHk, A., Novak, O., Holub, J., Doleыal, K. & van Staden, J. (2018). Deciphering the growth pattern and phytohormonal content in Saskatoon berry (Amelanchier alnifolia) in response to in vitro cytokinin application. New Biotechnol., 42, pp. 85-94. https://doi.org/10.1016/j.nbt.2018.02.001
35. Rogach, V., Kuryata, V.G., Stasik, O., Kiriziy, D.A. & Rogach, T.I. (2025). Use of growth stimulators for regulation of morphogenesis, optimization of trophic supply and increasing the productivity of cultivated plants. FTzTol. rosl. genet., 57, pp. 223-257 [in Ukrainian]. https://doi.org/10.15407/frg2025.03.223
36. Sivanesan, I., Saini, R.K. & Kim, D.H. (2016). Bioactive compounds in hyperhydric and normal micropropagated shoots of Aronia melanocarpa (michx.) Elliott. Indust. Crops Products, 83, pp. 31-38. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2015.12.042
37. Oliinyk, O.O. (2018). Features of substrates selection for adaptation of regenerated plants of Damask rose for in vivo conditions. Visn. Poltav. derzh. ahrar. akademii, 1, pp. 143-146 [in Ukrainian]. https://doi.org/10.31210/visnyk2018.01.28