Рослини Rhodiola rosea L., Scutellaria baicalensis Georgi та Hypericum perforatum L. здавна відомі як джерела біологічно активних сполук із вираженою фармакологічною дією. Проте використання рослин із дикорослих популяцій не може бути стабільним і відтворюваним джерелом сировини для фармацевтичної промисловості. Одним із перспективних рішень цієї проблеми є застосування калюсних культур in vitro, які синтезують комплекс рослинних метаболітів, зокрема поліфенолів, з доведеною біоактивністю. Метою дослідження була оптимізація складу поживних середовищ із різними регуляторами росту для ініціації й проліферації калюсу лікарських рослин трьох видів, а також оцінка вмісту флавоноїдів та антиоксидантної активності отриманих культур. Калюсні культури були індуковані на середовищі Мурасіге та Скуга з додаванням 30 г/л цукрози та різних комбінацій регуляторів росту: 0,2 мг/л БАП + 2 мг/л НОК; 0,2 мг/л БАП + 2 мг/л 2,4-Д; 0,2 мг/л КІН + 2 мг/л НОК; 0,2 мг/л КІН + 2 мг/л 2,4-Д. Визначали вміст сухої речовини, загальний вміст флавоноїдів та антиоксидантну активність. За результатами проведених досліджень встановлено, що оптимальними умовами для індукції калюсних тканин R. rosea є комбінація 0,2 мг/л БАП + 2 мг/л 2,4-Д, S. baicalensis — 0,2 мг/л БАП + 2 мг/л НОК, H. perforatum — 0,2 мг/л КІН + 2 мг/л НОК. Найбільший вміст флавоноїдів виявлено у калюсній тканині S. baicalensis — 42,46±3,94 мг РЕ/г СР (мг рутинового еквівалента на г сухої речовини), тоді як вміст цих сполук у R. rosea та H. perforatum становив 29,71±1,77 мг РЕ/г СР та 8,69±1,39 мг РЕ/г СР відповідно. Виявлено досить сильну кореляцію між вмістом флавоноїдів та антиоксидантною активністю (R2 = 0,77), що підтверджує участь поліфенольних сполук у прояві біологічної активності калюсних культур. Таким чином, підібрано оптимальні умови для ініціації й проліферації калюсу R. rosea, S. baicalensis та H. perforatum. Отримані культури S. baicalensis та R. rosea характеризувалися значним вмістом поліфенольних сполук та антиоксидантною активністю, що відкриває потенційні перспективи їх використання у біотехнологічному виробництві фармацевтичних препаратів.
Ключові слова: Rhodiola rosea L., Scutellaria baicalensis Georgi, Hypericum perforatum L., калюс, регулятори росту, біологічно активні речовини, флавоноїди, антиоксидантна активність.
Повний текст та додаткові матеріали
У вільному доступі: PDFЦитована література
1. Apaydin, E.A., Maher, A.R., Shanman, R., Booth, M.S., Miles, J.N.V., Sorbero, M.E. & Hempel, S. (2016). A systematic review of St. John's wort for major depressive disorder. Systematic Reviews, 5, 148. https://doi.org/10.1186/s13643-016-0325-2
2. Urbanska, N., Ashaolu, T.J., Mattova, S., Simko, P. & Kiskova, T. (2025). The potential of selected plants and their biologically active molecules in the treatment of depression and anxiety disorders. Int. J. Mol. Sci., 26(5), 2368. https://doi.org/10.3390/ijms26052368
3. Zhao, Q., Chen, XY. & Martin, C. (2016). Scutellaria baicalensis, the golden herb from the garden of Chinese medicinal plants. Sci. Bull., 61, pp. 1391-1398. https://doi.org/10.1007/s11434-016-1136-5
4. Mullaicharam, B. & Nirmala, H. (2018). St John's wort (Hypericum perforatum L.): A review of its chemistry, pharmacology and clinical properties. Int. J. Res. Phytochem. Pharmacol. Sci., 1, 5. https://doi.org/10.33974/ijrpps.v1i1.7
5. Zhao, T., Tang, H., Xie, L., Zheng, Y., Ma, Z., Sun, Q. & Li, X. (2019). Scutellaria baicalensis Georgi. (Lamiaceae): A review of its traditional uses, botany, phytochemistry, pharmacology and toxicology. J. Pharm. Pharmacol., 71(9), pp. 1353-1369. https://doi.org/10.1111/jphp.13129
6. Newman, D.J. & Cragg, G.M. (2020). Natural products as sources of new drugs over the nearly four decades from 01/1981 to 09/2019. J. Nat. Prod., 83(3), pp. 770-803. https://doi.org/10.1021/acs.jnatprod.9b01285
7. Tusevski, O., Stanoeva, J.P., Markoska, E., Brndevska, N., Stefova, M. & Simic, S.G. (2016). Callus cultures of Hypericum perforatum L. a novel and efficient source for xanthone production. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 125, pp. 309-319. https://doi.org/10.1007/s11240-016-0951-3
8. Kunakh, V.A. (2018). Genetics of cell populations: introduction, main results and positions (to the 50th anniversary of its foundation). Bull. Ukr. Soc. Genet. Breed., 16(1), pp. 75-103. https://doi.org/10.7124/visnyk.utgis.16.1.905
9. Abdelazeez, W.M.A., Aboueldis, G.R., Suliman, A.A. & Mohammed, D.M. (2025). Production of secondary metabolites in callus cultures of Scutellaria baicalensis L. and assessment of their anti-inflammatory and antioxidant efficacy in ulcerative colitis rats. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 160, 80. https://doi.org/10.1007/s11240-025-02996-6
10. Pekal, A. & Pyrzynska, K. (2014). Evaluation of aluminium complexation reaction for flavonoid content assay. Food Analyt. Methods, 7, pp. 1776-1782. https://doi.org/10.1007/s12161-014-9814-x
11. Matvieieva, N., Drobot, K., Duplij, V., Ratushniak, Y., Shakhovsky, A., Kyrpa-Nesmiian, T., Mickevičius, S. & Brindza, J. (2019). Flavonoid content and antioxidant activity of Artemisia vulgaris L. "hairy" roots. Preparative Biochemi. Biotechnol., 49(1), pp. 82-87. https://doi.org/10.1080/10826068.2018.1536994
12. Khapilina, O., Kupeshev, Z., Danilova, A. & Kalendar, R. (2016). In vitro culture of Rhodiola rosea L. Euras. J. Appl. Biotechnol., 4. https://doi.org/10.11134/btp.4.2016.1
13. Wang, Y., Yao, D., Ma, H., Niu, Y., & Wang, D. (2022). Optimum callus induction conditions of Scutellaria baicalensis by orthogonal method. J. Shanxi Agricult. Sci., 50(10), 1368. https://doi.org/10.3969/j.issn.1002-2481.2022.10.02
14. Dyduch-Siemińska, M., & Gawroński, J. (2024). The influence of cytokinin on the multiplication efficiency and genetic stability of Scutellaria baicalensis regenerants in in vitro culture conditions. Appl. Sci., 14(11), 4791. https://doi.org/10.3390/app14114791
15. Sharifi, I., Fotokian, M.H., Kordenaeij, A., Ramazani, S., Hasanlu, T., Nikoei, S.M., Davoodi, D., Nakhoda, B. & Mohammadinejad, G. (2014). Effects of growth regulators and explants on callus induction and organogenesis in Hypericum perforatum. Acta Hortic., 1023, pp. 241-247. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2014.1023.35
16. Kwiecień, I., Miceli, N., Kędzia, E., Cavò, E., Taviano, M.F., Beerhues, L. & Ekiert, H. (2023). Different types of Hypericum perforatum cvs. (Elixir, Helos, Topas) in vitro cultures: A rich source of bioactive metabolites and biological activities of biomass extracts. Molecules, 28(5), 2376. https://doi.org/10.3390/molecules28052376
17. Jonuškienė, I., Stankevičienė, R., Kantminienė, K. & Tumosienė, I. (2023). The influence of phytohormones on antioxidative and antibacterial activities in callus cultures of Hypericum perforatum L. Agriculture, 13(8), 1543. https://doi.org/10.3390/agriculture13081543
18. Rasool, S., Rasool, K., Khilji, S.A. & Sajid, Z.A. (2025). Phytochemicals and antioxidant activity of leaf extract and callus cultures of Cinnamomum camphora L. PLOS One, 20(11), e0321155. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0321155
19. Ahmed, Z.S.O., Khan, E., Elias, N., Elshebiny, A. & Dou, Q. (2025). Updated review on natural polyphenols: Molecular mechanisms, biological effects, and clinical applications for cancer management. Biomolecules, 15(5), 629. https://doi.org/10.3390/biom15050629
20. Saad, A.M., Mohammed, D.M., Alkafaas, S.S., Ghosh, S., Negm, S.H., Salem, H.M., Fahmy, M.A., Semary, H.E., Ibrahim, E.H., AbuQamar, S.F., El-Tarabily, K.A. & El-Saadony, M.T. (2025). Dietary polyphenols and human health: Sources, biological activities, nutritional and immunological aspects, and bioavailability - a comprehensive review. Front. Immunol., 16. https://doi.org/10.3389/fimmu.2025.1653378
21. Stachelska, M.A., Karpiński, P. & Kruszewski, B. (2025). A comprehensive review of biological properties of flavonoids and their role in the prevention of metabolic, cancer and neurodegenerative diseases. Appl Sci., 15(19), 10840. https://doi.org/10.3390/app151910840