en   uk  
ISSN 2308-7099
Фізіологія рослин і генетика
 
 
Фізіологія рослин і генетика 2025, том 57, № 1, 64-82, doi: https://doi.org/10.15407/frg2025.01.064

Характеристики продихового апарату прапорцевового листка у зв’язку з інтенсивністю газообміну і посухостійкістю у споріднених видів ярої пшениці

Римар Ю.Ю.1, Проніна О.В.1, Кірізій Д.А.2, Дуплій В.П.1,2, Моргун Б.В.1,2, Стасик О.О.2

  1. Iнститут клітинної біології та генетичної інженерії Національної академії наук України 03143 Київ, вул. Академіка Заболотного, 148
  2. Iнститут фізіології рослин і генетики Національної академії наук України 03022 Київ, вул. Васильківська, 31/17

В умовах вегетаційного досліду вивчали особливості продихового апарату пшениці м’якої Triticum аestivum L. (сорт Зимоярка) та споріднених видів спельти (T. spelta L.) і полби (T. dicoccum (Schuebl.) Schrank), що мають низку важливих пристосувальних ознак до дії абіотичних чинників довкілля. Дослідження проводили на прапорцевому листку в фазу цвітіння рослин. Встановлено, що рослини полби мають найбільшу кількість продихів на одиницю площі з обох боків листкової пластинки, проте розміри замикальних клітин, довжина, ширина та площа однієї продихової щілини є найменшими порівняно із рослинами спельти та сорту Зимоярка. У результаті сумарна площа продихових щілин на адаксіальній поверхні листка полби наближалася до значень сумарної площі у сорту Зимоярка і спельти, а на абаксіальній поверхні сумар­на площа продихових щілин у полби була найбільшою. За оптимальних умов зволоження ґрунту (70 % повної вологоємності (ПВ)) рослини полби мали більшу продихову провідність та інтенсивність транспірації, проте досліджені генотипи пшениці істотно не різнились за інтенсивністю фотосинтезу. Посуха (зниження зволоження ґрун­ту до 30 % ПВ) впродовж 7 діб сильніше знижувала продихову провідність, інтенсивність транспірації і фотосинтезу в полби (на 60, 40 і 34 %, відповідно), ніж у Зимоярки (на 38, 35 і 21 %) та спельти (на 42, 28 і 28 %). У цьому разі ефективність використання води під час фотосинтезу (WUEi) зростала на 6 % у Зимоярки і 11 % у полби. Більший ступінь індукованого посухою інгібування фотосинтезу у полби був пов’язаний зі значним (60 %) підвищенням інтенсивності фотодихання. Аналіз залежностей між морфологічними особливостями продихового апарату та характеристиками газообміну листків генотипів пшениці за високого рівня освітлення виявив, що більша кількість продихів на одиницю площі листка у полби сприяє вищим продиховій провідності та інтенсивності транспірації, але дещо меншій WUEi при фотосинтезі за оптимального поливу. Внаслідок сильної негативної кореляції між кількістю продихів та їх розмірами більші розміри замикальних клітин у спельти і Зимоярки негативно корелюють із інтенсивністю газообміну за оптимальних умов. За дії короткочасної ґрунтової посухи більша кількість менших за розмірами продихів у полби асоціювалася із значним зниженням продихової провідності, але водночас підвищенням WUEi та інтенсивності фотодихання, які є важливими компонентами адаптації до умов обмеженого вологозабезпечення.

Ключові слова: Triticum aestivum L., Triticum spelta L., Triticum dicoccum (Schuebl.) Schrank, продихи, продихова провідність, транспірація, фотосинтез, фотодихання, ґрунтова посуха

Фізіологія рослин і генетика
2025, том 57, № 1, 64-82

Повний текст та додаткові матеріали

У вільному доступі: PDF  

Цитована література

1. Hetherington, A.M. & Woodward, F.I. (2003). The role of stomata in sensing and driving environmental change. Nature, 424 (6951), pp. 901-908. https://doi.org/10.1038/nature01843

2. Kiriziy, D.A. & Stasik, O.O. (2022). Effects of drought and high temperature on physiological and biochemical processes, and productivity of plants. Fiziol. rast. genet., 54 (2), pp. 95-122 [in Ukrainian]. https://doi.org/10.15407/frg2022.02.095

3. Buckley, T.N. & Mott, K.A. (2013). Modelling stomatal conductance in response to environmental factors. Plant Cell Environ., 36 (9), pp. 1691-1699. https://doi.org/10.1111/pce.12140

4. Hepworth, C., Doheny-Adams, T., Hunt, L., Cameron, D.D. & Gray, J.E. (2015). Manipulating stomatal density enhances drought tolerance without deleterious effect on nutrient uptake. New Phytol., 208 (2), pp. 336-341. https://doi.org/10.1111/nph.13598

5. Rico, C., Pittermann, J., Polley, H.W., Aspinwall, M.J. & Fay, P.A. (2013). The effect of subambient to elevated atmospheric CO2 concentration on vascular function in Helianthus annuus: Implications for plant response to climate change. New Phytol., 199 (4), pp. 956-965. https://doi.org/10.1111/nph.12339

6. Harrison, E.L., Arce Cubas, L., Gray, J.E. & Hepworth, C. (2020). The influence of stomatal morphology and distribution on photosynthetic gas exchange. The Plant J., 101 (4), pp. 768-779. https://doi.org/10.1111/tpj.14560

7. Haworth, M., Marino, G., Loreto, F. & Centritto, M. (2021). Integrating stomatal physiology and morphology: Evolution of stomatal control and development of future crops. Oecologia, 197, pp. 867-883. https://doi.org/10.1007/s00442-021-04857-3

8. Moore, C.E., Meacham-Hensold, K., Lemonnier, P., Slattery, R.A., Benjamin, C., Bernacchi, C.J., Lawson, T. & Cavanagh, A.P. (2021). The effect of increasing temperature on crop photosynthesis: From enzymes to ecosystems. J. Exp. Bot., 72 (8), pp. 2822-2844. https://doi.org/10.1093/jxb/erab090

9. Abdelhakim, L.O. A., Rosenqvist, E., Wollenweber, B., Spyroglou, I., Ottosen, C.-O. & Panzarov«, K. (2021). Investigating combined drought- and heat stress effects in wheat under controlled conditions by dynamic image-based phenotyping. Agronomy, 11 (2), p. 364. https://doi.org/10.3390/agronomy11020364

10. Xiong, W., Reynolds, M. P., Montes, C., Crossa, J., Snapp, S., Akin, B., Mesut, K., Ozdemir, F., Li, H., He, Z., Wang, D. & Chen, F. (2024). New wheat breeding paradigms for a warming climate. Nat. Clim. Chang., pp. 869-875. https://doi.org/10.1038/s41558-024-02069-0

11. Balla, M.Y., Gorafi, Y.S. A., Kamal, N.M., Abdalla, M.G. A., Tahir, I.S.A. & Tsujimoto, H. (2022). Harnessing the diversity of wild emmer wheat for genetic improvement of durum wheat. Theor. Appl. Genet., 135, pp. 1671-1684. https://doi.org/10.1007/s00122-022-04062-7

12. Babenko, L.M., Hospodarenko, H.M., Rozhkov, R.V., Pariy, Y.F., Pariy, M.F., Babenko, A.V. & Kosakivska, I.V. (2018). Triticum spelta: Origin, biological characteristics and perspectives for use in breeding and agriculture. Regul. Mech. Biosyst., 9 (2), pp. 250-257 [in Ukrainian]. https://doi.org/10.15421/021837

13. Morgun, V.V., Sichkar, S.M., Pochinok, V.M., Ninieva, A.K. & Chugunkova, T.V. (2016). Characterization of spelt collection samples (Triticum spelta L.) by elements of plant productivity structure and baking quality. Fiziol. rast. genet., 48 (2), pp. 112-119 [in Ukrainian]. https://doi.org/10.15407/frg2016.02.112

14. Babenko, L.M., Rozhkov, R.V., Pariy, Y.F., Pariy, M.F., Vodka, M.V. & Kosakisvska, I.V. (2017). Triticum dicoccum (Schrank) Schuebl.: Origin, biological characteristics and perspectives of use in breeding and agriculture. Visn. Hark. Nac. Agrar. Univ., Ser. Biol, 2017 (2), pp. 92-102 [in Ukrainian]. https://doi.org/10.35550/vbio2017.02.092

15. Vasyliev, S.V. (2017). Kharakterystyka polby yak perspektyvnoi zernovoi kultury ta osnovni problemy yii pislia zbyralnoho obroblennia. GPMF, 17 (1), pp. 188-195 [in Ukrainian]. https://doi.org/10.15673/gpmf.v17i1.309

16. Franks, P.J., W. Doheny-Adams, T., Britton-Harper, Z.J. & Gray, J.E. (2015). Increasing water-use efficiency directly through genetic manipulation of stomatal density. New Phytol., 207 (1), pp. 188-195. https://doi.org/10.1111/nph.13347

17. Busch, F.A., Ainsworth, E.A., Amtmann, A., Cavanagh, A.P., Driever, S.M., Ferguson, J.N., Kromdijk, J., Lawson, T., Leakey, A.D.B, Matthews, J.S.A., Meacham-Hensold, K., Vath, R.L., Vialet-Chabrand, S., Walker, B.J. & Papanatsiou, M. (2024) A guide to photosynthetic gas exchange measurements: Fundamental principles, best practice and potential pitfalls. Plant Cell Environ., 47 (9), pp. 3344-3364. https://doi.org/10.1111/pce.14815

18. Liang, J., Krauss, K.W., Finnigan, J., Stuart-Williams, H., Farquhar, G.D. & Ball, M.C. (2023). Linking water use efficiency with water use strategy from leaves to communities. New Phytol., 240 (5), pp. 1735-1742. https://doi.org/10.1111/nph.19308

19. Stasik, O.O (2007). The response of photosynthetic apparatus of C3 plants to water deficits. Fiziol. biokh. kul'tur. rast., 39 (1), pp. 14-27.

20. Fernie, A.R., Bauwe, H., Eisenhut, M., Florian, A., Hanson, D.T., Hagemann, M., Keech, O., Mielewczik, M., Nikoloski, Z., Peterh¬nsel, C., Roje, S., Sage, R., Timm, S., von Cammerer, S., Weber, A.P.M. & Westhoff, P. (2012). Perspectives on plant photorespiratory metabolism. Plant Biol., 15 (4), pp. 748-753. https://doi.org/10.1111/j.1438-8677.2012.00693.x

21. Stasik, O.O. (2014). Photorespiration: Metabolism and the Physiological Role. Modern Photosynth. Prob., Moskow-Izhevsk: Institute for Computer Research (2), pp. 505-535.

22. Zahra, N., Hafeez, M.B., Kausar, A., Al Zeidi, M., Asekova, S., Siddique, K.H.M. & Farooq, M. (2023). Plant photosynthetic responses under drought stress: Effects and management. J. Agron. Crop Sci., 209, pp. 651-672 https://doi.org/10.1111/jac.12652

23. Walker, B., Schmiege, S.C. & Sharkey, T.D. (2024). Re-evaluating the energy balance of the many routes of carbon flow through and from photorespiration. Plant Cell Environ., 47 (9), pp. 3365-3374. https://doi.org/10.1111/pce.14949

24. Drake, J.E., Tjoelker, M.G., VЇrhammar, A., Medlyn, B.E., Reich, P.B., Leigh, A., Pfautsch, S., Blackman, C.J., LЩpez, R., Aspinwall, M.J., Crous, K.Y., Duursma, R.A., Kumarathunge, D., De Kauwe, M.G., Jiang, M., Nicotra, A.B., Tissue, D.T., Choat, B., Atkin, O.K. & Barton, C.V.M. (2018). Trees tolerate an extreme heatwave via sustained transpirational cooling and increased leaf thermal tolerance. Glob. Change Biol., 24 (6), pp. 2390-2402. https://doi.org/10.1111/gcb.14037

25. Pitaloka, M.K., Caine, R.S., Hepworth, C., Harrison, E.L., Sloan, J., Chutteang, C., Phunthong, C., Nongngok, R., Toojinda, T., Ruengphayak, S., Arikit, S., Gray, J.E. & Vanavichit, A. (2022). Induced genetic variations in stomatal density and size of rice strongly affects water use efficiency and responses to drought stresses. Front. Plant Sci, 13, 801706. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.801706

26. Dow, G.J., Bergmann, D.C. & Berry, J.A. (2014) An integrated model of stomatal development and leaf physiology. New Phytol., 201, pp. 1218-1226. https://doi.org/10.1111/nph.12608

27. Ochoa, M.E., Henry, C., John, G., Medeiros, C., Pan, R., Scoffoni, C., Buckley, T.N. & Sack, L. (2024). Pinpointing the causal influences of stomatal anatomy and behavior on minimum, operational, and maximum leaf surface conductance. Plant Physiol., 196 (1), pp. 51-66. https://doi.org/10.1093/plphys/kiae292

28. Stasik, O.O. (2007). Photosynthetic traits and grain productivity in species and varieties of spring wheat. Fiziol. biokh. kul'tur. rast., 39 (3), pp. 200-206.

29. Stasik, O.O. (2009). The role of photorespiration in the regulation of photosynthesis, productivity and resistance of plants to abiotic stresses [Extended abstract of Doctor thesis]. Institute of Plant Physiology and Genetics [in Ukrainian].