en   uk  
ISSN 2308-7099
Фізіологія рослин і генетика
 
 
Фізіологія рослин і генетика 2020, том 52, № 3, 196-207, doi: https://doi.org/10.15407/frg2020.03.196

Визначення поліморфізму ДНК трансгенних рослин пшениці з гетерологічними генами метаболізму

Дубровна О.В.1, Великожон Л.Г.1, Сливка Л.В.1, Кондрацька І.П.2, Рєшетніков В.М.2, Макаї Ш.3

  1. Інститут фізіології рослин і генетики Національної академії наук України 03022 Київ, вул. Васильківська, 31/17, Україна
  2. Центральний ботанічний сад Національної академії наук Білорусі 220012 Мінськ, вул. Сурганова, 2в, Республіка Білорусь
  3. Університет Західної Угорщини H-9200, Мошонмадьяровар, вул. Вар, 2, Угорська Республіка

Методом IRAP-ПЛР проаналізовано рівень поліморфізму ділянок ДНК, фланкованих інвертованими LTR повторами ретротранспозонів у генетично модифікованих рослин пшениці, отриманих шляхом Agrobacterium-опосередкованої трансформації в культурі in vitro, частина з яких містить ген орнітин-d-амінотрансферази Medicago truncatula, а інша — дволанцюговий РНК-супресор гена проліндегідрогенази Arabidopsis thaliana. За аналізу рослин з гетерологічним геном орнітин-d-амінотрансферази найрезультативнішим було застосування праймера до ретротранспозону Sukkula, де в спектрі продуктів ампліфікації ДНК отримали чотири нових амплікона у дев’яти рослин. Дані свідчать, що саме інсерція чужорідної ДНК здатна індукувати транспозицію ретротранспозонів Sukkula/Nikita та Wham/Sabrina, оскільки у контрольних рослин, отриманих в культурі in vitro, їх активність не встановлена. За аналізу трансгенних рослин з дволанцюговим РНК-супресором гена проліндегідрогенази при використанні високоефективних праймерів до ретротранспозонів Sukkula, Sabrina, Wham, Nikita та Wilma1 у трансгенних рослин поліморфізму ДНК  не було. За умов проведеного експе­рименту не зареєстровано зникнення ампліконів у ДНК профілях ПЛР, що може свідчити про відсутність перебудов у сайтах зв’язування з праймером та досліджуваних локусах. У спектрах продуктів ампліфікації ДНК не відмічено появи нових ампліконів, що свідчить про відсутність активації транспозиційної активності МГЕ у досліджених трансгенних рослин з дволанцюговим РНК-супресором гена проліндегідрогенази. Експериментально були підібрані пари IRAP-праймерів, проте і за використання цього способу не було зникнення або появи нових поліморфних фрагментів. Відсутність поліморфізму ДНК у трансгенних рослин з дволанцюговим РНК-супре­сором гена проліндегідрогенази може бути пов’язана з РНК-інтерференцією, яка пригнічує активність ретротранспозонів.

Ключові слова: Triticum aestivum, Agrobacterium-опосередкована трансформація, гени метаболізму проліну, ретротранспозони, IRAP-PCR

Фізіологія рослин і генетика
2020, том 52, № 3, 196-207

Повний текст та додаткові матеріали

У вільному доступі: PDF  

Цитована література

1. Jones, H., Doherty, A. & Wu, H. (2005). Review of methodologies and a protocol for the Agrobacterium mediated transformation of wheat. Plant Methods, 1, pp. 1-5. https://doi.org/10.1186/1746-4811-1-5

2. Choi, H.W., Lemaux, P.G. & Cho, M.-J. (2000). Increased chromosomal variation in transgenic versus nontransgenic barley (Hordeum vulgare L.) plants. Crop Sci., 40, pp. 524-533. https://doi.org/10.2135/cropsci2000.402524x

3. Choi, H.W., Lemaux, P.G. & Cho, M.-J. (2001). High frequency of cytogenetic aberration in transgenic oat (Avena sativa L.) plants. Plant Sci., 160, pp. 763-772. https://doi.org/10.1016/S0168-9452(01)00369-7

4. Labra, M., Savini, C., Bracale, M., Pelucchi, N., Colombo, L., Bardini, M. & Sala, F. Genomic changes in transgenic rice (Oryza sativa L.) plants produced by infecting calli with Agrobacterium tumefaciens. Plant Cell Rep., 20, pp. 325-330. https://doi.org/10.1007/s002990100329

5. Enikeev, A.G., Kopytina, T.V., Semenova, L.A., Natyaganova, A.V., Gamanetz, L.V. & Volkova, O.D. (2008). Agrobacterium transformation as complex biotical stressing factor. J. Stress Physiol. Biochem., 4, no. 1, pp. 11-19.

6. Flugge, U.I. & Klosgen, R.B. (2004). Characterization of a T-DNA insertion mutant for the protein import receptor at Toc33 from chloroplasts. Mol. Genet. Genom., 272, no. 4, pp. 379-396. https://doi.org/10.1007/s00438-004-1068-7

7. Gaspar, Y., Nam, J., Schultz, C., Lee, L., Gilson, P., Gelvin, S. & Bacic, A. (2004). Characterization of the Arabidopsis lysine-rich arabinogalactan-protein AtAGP17 mutant (rat1) that results in a decreased efficiency of Agrobacterium transformation. Plant Physiol., 135, no. 4, pp. 2162-2171. https://doi.org/10.1104/pp.104.045542

8. Muller, K., Heller, H. & Doerfier, W. (2001). Foreign DNA integration. Genome-wide perturbations of methylation and transcription in the recipient genomes. J. Biol. Chem., 276, pp. 14271-14278. https://doi.org/10.1074/jbc.M009380200

9. Matzke, A.J.M. & Matzke, M.A. (1998). Position effects and epigenetic silencing of plant transgenes. Curr. Opin. Plant Biol., 1, pp. 142-148. https://doi.org/10.1016/S1369-5266(98)80016-2

10. Matzke, M.A., Mette, M.F. & Matzke, A.J.M. (2000). Transgene silencing by the host genome defense: implications for the evolution of epigenetic control mechanisms in plants and vertebrates. Plant Mol. Biol., 43, pp. 401-415. https://doi.org/10.1023/A:1006484806925

11. Kidwell, M.G. & Lisch, D.R. (2000). Transposable elements and host genome evolution, Trends Ecol. Evol., 15, pp. 95-99. https://doi.org/10.1016/S0169-5347(99)01817-0

12. Todorovska, E. (2007). Retrotransposons and their role in plant-genome evolution, Biotechnol. Equip., 21, pp. 294-305. https://doi.org/10.1080/13102818.2007.10817464

13. Kalendar, R. & Schulman, A. (2006). IRAP and REMAP for retrotransposon-based genotyping and fingerprinting. Nat. Protoc., 1, no. 5, pp. 2478-2484. https://doi.org/10.1038/nprot.2006.377

14. Leigh, F., Kalendar, R., Lea, V., Lee, D., Donini, P. & Schulman, A. (2003). Comparison of the utility of barley retrotransposon families for genetic analysis by molecular marker techniques. Mol. Gen. Genom., 269, pp. 464-474. https://doi.org/10.1007/s00438-003-0850-2

15. Schnell, J., Steele, M., Bean, J., Neuspiel, M., Girard, C., Dormann, N., Pearson, C., Savoie, A., Bourbonniere, L. & Macdonald, P. (2015). A comparative analysis of insertional effects in genetically engineered plants: considerations for pre-market assessments. Transgen. Res., 24, no. 1, pp. 1-17. https://doi.org/10.1007/s11248-014-9843-7

16. Kaya, Y., Yilmaz, S., Gozukirmizi, N. & Huyop, F. (2013). Evaluation of transgenic Nicotiana tabacum with dehE gene using transposon based IRAP markers. Am. J. Plant Sci., 4, no. 8A, pp. 41-44. https://doi.org/10.4236/ajps.2013.48A005

17. Rao, J., Yang, L., Guo, J., Quan, S., Chen, G., Zhao, X., Zhang, D. & Shi, J. (2016). Development of event-specific qualitative and quantitative PCR detection methods for the transgenic maize BVLA430101. Eur. Food Res.Technol., 242, no. 8, pp. 1277-1284. https://doi.org/10.1007/s00217-015-2631-7

18. Bavol, A.V., Dubrovna, O.V. & Morgun, B.V. (2013). Genetic transformation and analysis of wheat transgenic cell lines by IRAP-PCR. Biotechnol. Acta, 6, no. 6, pp. 113-119 [in Ukrainian]. https://doi.org/10.15407/biotech6.06.113

19. Wu, R., Guo, W., Wang, X., Wang, X., Zhuang, T., Clarke, J. & Liu, B. (2009). Unintended consequence of plant transformation: biolistic transformation caused transpositional activation of an endogenous retrotransposon Tos17 in rice ssp. japonica cv. Matsumae. Plant Cell Rep., 28, no. 7, pp. 1043-1051. https//doi.org/10.1007/s00299-009-0704-4 https://doi.org/10.1007/s00299-009-0704-4

20. Yuzbasioglu, G., Marakli, S. & Gozukirmizi, N. (2017). Screening of Oryza sativa L. for hpt gene and evaluation of hpt positive samples using Houba retransposonbased IRAP markers. Turk. J. Agric. Res., 4, no. 1, pp. 59-64. https://doi.org/10.19159/tutad.300702

21. Bavol, A.V., Dubrovna, O.V., Goncharuk, O.M. & Voronova, S.S. (2014). Agrobacterium-mediated transformation of wheat using calli culture, Fakt. Eksp. Evol. Organism., 15, pp. 16-19 [in Ukrainian].

22. Trebichalsky, A., Kalendar, R., Schulman, A., Stratula, O., Galova, Z., Balazova, Z. & Chnapek, M. (2013). Detection of genetic relationships among spring and winter triticale (Triticosecale Witt.) and rye cultivars (Secale cereale L.) by using retrotransposon-based markers. Czech J. Genet. Plant Breed., 49, pp. 171-174. https://doi.org/10.17221/56/2013-CJGPB

23. Bavol, A.V., Velikozhon, L.G., Pykalo, S.V. & Dubrovna, O.V. (2016). IRAP-analysis of triticale plants regenerants, resistant to water deficit. Fakt. Eksp. Evol. Organism., 19, pp. 73-78 [in Ukrainian].

24. Bayram, E., Yilmaz, S. & Hamat-Mecbur H. (2012). Nikita retrotransposon movements in callus cultures of barley (Hordeum vulgare L.). Plant OMICS: Journal of Plant Molecular Biology and Omics., 5, no. 3, pp. 211-217.

25. Bavol, A.V., Lyalko, I.I., Voronova, S.S., Goncharuk, O.M. & Dubrovna, O.V. (2015). The course of meiosis in genetically modified wheat plants obtained by Agrobacterium - mediated transformation. Fiziol. rast. genet., 47, no. 6, pp. 536-544 [in Ukrainian].

26. Bhattm, A.M., Lister, C., Crawford, N. & Dean, C. (1998). The transposition frequency of Tag1 elements is increased in transgenic Arabidopsis lines. Plant Cell, no. 10, pp. 427-434. https://doi.org/10.1105/tpc.10.3.427

27. Casacuberta, J.M. & Santiago, N. (2003). Plant LTR-retrotransposons and MITEs: control of transposition and impact on the evolution of plant genes and genomes. Gene, 311, pp. 1-11. https://doi.org/10.1016/S0378-1119(03)00557-2

28. Lister, R., O'Malley R., Tonti-Filippini, J., Gregory, B., Berry, C., Miller A. & Ecker, J. (2008). Highly integrated singlebase resolution maps of the epigenome in Arabidopsis. Cell, 133, pp. 523-536. https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.03.029

29. Choulet, F., Wicker, T., Rustenholz, C., Paux, E., Salse, J., Leroy, P., Schlub, S., Le Paslier, M., Magdelenat, G., Gonthier, C., Couloux, A., Budak, H., Breen, J., Pumphrey, M., Liu, S., Kong, X., Jia, J., Gut, M., Brunel, D., Anderson, J., Gill, B., Appels, R., Keller, B. & Feuillet, C. (2010). Megabase level sequencing reveals contrasted organization and evolution patterns of the wheat gene and transposable element spaces. Plant Cell, 22, no. 6, pp. 1686-1701. https://doi.org/10.1105/tpc.110.074187

30. Vicient, C.M. (2010). Transcriptional activity of transposable elements in maize, BMC. Genomics, 11, no. 601, pp. 1-10. https://doi.org/10.1186/1471-2164-11-601

31. Martienssen, R.A. & Colot, V. (2001). DNA methylation and epigenetic inheritance in plants and filamentous fungi. Science, 293, pp. 1070-1074. https://doi.org/10.1126/science.293.5532.1070

32. Mello, C.C. & Conte, D., Jr. (2004). Revealing the world of RNA interference. Nature, 431, pp. 338-342. https://doi.org/10.1038/nature02872

33. Meister, G. & Tuschl, T. (2004). Mechanisms of gene silencing by double-stranded RNA. Nature, 431, pp. 343-349. https://doi.org/10.1038/nature02873

34. Verdel, A., Jia, S., Gerber, S., Sugiyama, T., Gygi, S., Grewal, S.I. & Moazed, D., (2004). RNAi-mediated targeting of heterochromatin by the RITS complex. Science, 303, no. 5658, pp. 672-676. https://doi.org/10.1126/science.1093686

35. Mette, M.F., Aufsatz, W., van der Winden, J., Matzke, M.A. & Matzke, A.J., (2000). Transcriptional silencing and promoter methylation triggered by double stranded RNA. EMBO J., pp. 5194-5201. https://doi.org/10.1093/emboj/19.19.5194

36. Gvozdev, V.A. (2003). Mobile genes and RNA interference. Genetics, 39, pp. 151-156. [in Russian]. https://doi.org/10.1023/A:1022459221031

37. Makarova, Yu.A. & Cramers, D.A. (2007). Noncoding RNA. Biochemistry, 72, no. 11, pp. 1427-1448 [in Russian]. https://doi.org/10.1134/S0006297907110016

38. Alder, M.N., Dames, S., Gaudet, J. & Mango, S.E. (2003). Gene silencing in Caenorhabditis elegans by transitive RNA interference. RNA, 9, pp. 25-32. https://doi.org/10.1261/rna.2650903

39. Sijen, T., Fleenor, J., Simmer, F., Thijssen, K.L., Parrish, S., Timmons, L., Plasterk, R.H. & Fire, A. (2001). On the role of RNA amplification in dsRNA-triggered gene silencing. Cell, 107, pp. 465-476. https://doi.org/10.1016/S0092-8674(01)00576-1